En el ser humano, el sexo se determina por lo que conocemos como “cromosomas X Y”, de manera que cuando se combinan al fecundar, puede aparecer “XX” como hembra o “XY” como macho. En cambio en el cannabis, a pesar de existir marcadores que indican la presencia de estos cromosomas, son otros los factores que intervienen en el sexo predominante que tendrá la planta. Existen ciertas hormonas que, dependiendo de factores como el medioambiente pueden alterar la predominancia sexual del individuo.

Por Luis Hidalgo. Fotos: Luis Hidalgo

Horas despues de la polinizacionHoras despues de la polinizacion

En la mayoría de la especie animal, salvo excepciones, el sexo de cada individuo viene determinado por la combinación de dos cromosomas. Si al combinar la información del macho con la de la hembra, los dos cromosomas son iguales, la descendencia será femenina. En caso contrario, será masculina. En el reino vegetal, la cuestión es un tanto mas complicada, y se vuelve mas compleja si hablamos de plantas dioicas y alógamas, es decir, que cada individuo tiene un sexo (macho o hembra) y es necesaria la fecundación del óvulo de la hembra por parte del polen del macho para poder producir descendencia.

El sistema biológico de determinación del sexo para la descendencia en el cannabis supera todo lo anterior, siendo uno de los mecanismos mas complicados y aún no totalmente conocidos. Como adelantábamos en el número anterior, estudiaremos un experimento que se realizó en Rumanía enfocado a encontrar diferencias bioquímicas entre machos y hembras de cannabis.

Distinto tipo de Flor

La taxonomía clasifica al cannabis como una planta dioica perteneciente a la clase de las Dicotiledoneas, orden 4º, Urticales, familia cannabinaceas. Pertenecen al mismo orden las familias Ulmaceas, Moráceas y Urticáceas, que presentan tanta semejanza con las cannabináceas que algunos autores como Gola y colaboradores en 1965 opinan que se podían reunir en una familia única. Emberger en 1960, en su tratado de botánica sistemática clasifica a las cannabináceas como tribu dentro de la familia Moráceas.

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Las flores masculinas se agrupan en racimos, son más pequeñas que las femeninas, de color amarillo verdoso. El cáliz lo forman 5 sépalos que rodean a 5 estambres, episépalos, en disposición opuesta, con grandes antenas colgantes. En el centro de la androcea, se observa en ocasiones un ovario rudimentario que en determinadas condiciones, temperatura baja y poca iluminación, se puede desarrollar y dar lugar a pies hermafroditas.

Las flores femeninas forman racimos muy contraídos de cimas interpuestas con brácteas foliaceas. El perianto de las flores femeninas forma un cono por cuyo extremo asoman dos estigmas largos de color rosado rojizo. El cáliz es urseolado, ovario súpero sentado, bicarpelar y unilocular que contiene un óvulo campilotropo el cual da lugar en la madurez a un aquenio blando globular, grisáceo, rodeado por una bráctea muy rica en glándulas secretoras de resina. La fecundación es por chalazogamia.

Las semillas pobres en albumen, con cotiledones carnosos anchos y gruesos, son ricas en lípidos y aleurona. El fruto, cañamón, es un aquenio seco, redondo, comprimido, formado por dos mitades hemisféricas, de olor aromático y sabor ardiente. Los cañamones se han utilizado como alimento de aves. Por su contenido en aceite se aprovecha para la fabricación de jabones, pinturas y barnices. Una vez extraído el aceite, el fruto se puede utilizar como fertilizante y como cebo para peces.

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El Experimento

Para realización de los experimentos, se escogieron al azar 20 machos y 15 hembras con una edad de 20 semanas desde la germinación, al objeto de estimar “en vivo” la actividad de la catalasa y la peroxidada así como las proteínas solubles, para lo que se utilizaron las hojas. Debido a las especiales características del cannabis, las plantas se encontraban en distintas etapas de maduración y floración. Mientras las hembras aún se encontraban comenzando a formar flores, los machos ya estaban en plena floración.

Para obtener un extracto crudo que permita determinar la actividad enzimática y la densidad de proteína soluble, primero se muele la materia vegetal hasta conseguir un fino polvo. A continuación, pasamos a homogeneizar mezclando una determinada cantidad del polvo con fosfato de sodio a 0,01 Mol y un pH de 7.

La mezcla se introduce en una homogeneizadora a 4ºC durante cuatro horas y después se centrifuga durante 10 minutos a 22.000 rpm. El sobrante líquido se usará como extracto. Para determinar la actividad de la catalasa se utilizó el método iodométrico según Artenie (1981), que se basa en la oxidación del yoduro de potasio por parte del peróxido de hidrógeno no descompuesto tras un intervalo de incubación con catalasa, añadiendo a la iodina obtenida tiosulfato de sodio así como una solución de almidón como indicador. La actividad de la catalasa se determina entonces sabiendo que una unidad de catalasa es equivalente a la cantidad de enzima que descompone 1 μmol (0.034 mg) de H2O2 durante 1 minuto. El resultado se expresa en mg de H2O2/g material de muestra.

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La actividad de la peroxidada se cuantificó mediante el método fotométrico, basado en la oxidación de la bencidina por la peroxidada en presencia de H2O2. La mezcla compuesta de un 1% de bencidina en ácido acético glacial, 3% de peróxido de hidrógeno y el extracto se incuba durante 3 minutos, tras lo cual se añade un 30% de NaOH para parar la reacción. A continuación se suplementa la mezcla con etanol absoluto.

Para determinar los valores de las extinciones se utilizo un espectrofotómetro Spekol 20 funcionando a 470 nm. Tras la estimación de la diferencia entre la cantidad de residuos obtenidos con la referencia patrón, la actividad de la peroxidada se expresa en mg H2O2 /g material de muestra.

La actividad específica de la catalasa y la peroxidada en conjunto se estimó a partir de la cantidad de materia consumida por las enzimas de 1 gramo de proteína soluble sobre celulosa y se expresa en mg H2O2 /mg proteína.

Los resultados

Debemos comenzar por comentar el hecho de que la actividad de la peroxidasa se encuentra relacionada con los procesos de desarrollo de la planta. Por ejemplo, en la organogénesis normalmente se explica el rol de la peroxidasa como una doble funcionalidad de esta enzima, involucrada tanto en el proceso de oxidación como en el catabolismo de un tipo de auxinas, según Bouazza Legrand (1991).

La otra funcionalidad se refiere a la modulación de la morfogénesis como resultado de la alteración del equilibrio hormonal endógeno. El cáñamo, como otras plantas tanto dioícas como monoícas, se ve influenciado en la expresión de su sexo por giberelinas, auxinas, citoquininas y emisión de etileno, según Ram Moham y otros (1982-1985). Estas hormonas generalmente intervienen en la depresión de ciertos genes reguladores que permiten o no la síntesis de determinadas proteínas que controlan la organogénesis de flores.

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A causa de su influencia en la regulación de la producción de AIA(Ácido indoli-3-acético) , la peroxidada tiene una influencia indirecta en el mecanismo de determinación sexual en el cáñamo, mas en concreto en la estaminogénesis y la carpelogénesis. Es una de las especies en las que un nivel alto de AIA induce una fenotipificación femenina. La idea de una potente actividad de la peroxidada asociada al aumento del catabolismo de auxinas está generalmente aceptada. Con respecto a la catalasa, la reacción específica catalizada por esta encima es la degradación directa del H2O2, tóxico para la planta como producto final de la oxidación biológica con liberación de agua y oxígeno.

En el siguiente capítulo veremos en detalle los diferentes grados de pureza sexual y los factores medioambientales que producen diferencias sexuales entre individuos y en un mismo pie. Saludos.

Referencias

Ainsworth, Ch., 2000. Ann. Bot., 211-221.

Arnoux, M., 1963. Ann. Amélior. Plantes 13(1), 27-49.

Arnoux, M., 1966. Ann. Amélior. Plantes 16(2), 123-134.

Arnoux, M., Mathieu, G. & Castiaux, J., 1969. Ann. Amélior. Plantes 19(4), 363-389.

Arnoux, M., Mathieu, G., 1969. Ann. Amélior. Plantes 19(1): 53-58.

Bridges, C.B., 1925. Am. Nat. 59(661): 127-137.

Chailakhyan, M.Kh., Khryanin, V.N., 1978. Planta 138(2), 185-187.

Chailakhyan, M.Kh., Khryanin V.N., 1979. Planta 144(2), 205-207.